Эффект аскорбиновой кислоты на получение преддифференцированных в хондрогенном направлении мезенхимальных стволовых/стромальных клеток

Мезенхимальные стволовые/стромальные клетки (МСК) обладают уникальными функциональными свойствами, в частности способностью дифференцироваться в хондрогенном направлении. Благодаря этому данная популяция клеток широко востребована при репарации хрящевой ткани. Различные комбинации ростовых факторов не только способствуют экспрессии генов-маркеров гиалинового хряща, но и индуцируют маркеры, ассоциированные с гипертрофией. Есть данные, что аскорбиновая кислота может стимулировать хондрогенную дифференцировку МСК за счет увеличения транскрипции генов коллагенов Сol2. В связи с этим изучено влияние аскорбиновой кислоты при ее добавлении в дифференцировочную среду к ранее разработанному коктейлю цитокинов с целью получения гиалиноподобного матрикса. Ввиду спорного времени индукции процесса хондрогенеза в МСК сделано предположение о возможности сокращения срока индукции хондрогенной преддифференцировки МСК.

На основе проведенных исследований подтверждено положительное влияние аскорбиновой кислоты на экспрессию гена Col2, что свидетельствует об образовании гиалиноподобной хрящевой ткани при хондрогенной дифференцировке МСК. Анализ экспрессии генов-маркеров хондрогенной дифференцировки МСК и синтеза компонентов внеклеточного матрикса на 4-е и 7-е сутки показал возможность сокращения срока преддифференцировки до 4 сут.

1. Friedenstein, A. J. The development of fibroblast colonies in monolayer cultures of guinea-pig bone marrow and spleen cells / A. J. Friedenstein, R. K. Chailakhjan, K. S. Lalykina // Cell and Tissue Kinetics. – 1970. – Vol. 3, N 4. – P. 393–403. https://doi.org/10.1111/j.1365-2184.1970.tb00347.x

2. Caplan, A. I. Mesenchymal stem cells / A. I. Caplan // Journal of Orthopaedic Research. – 1991. – Vol. 9, N 5. – P. 641–650. https://doi.org/10.1002/jor.1100090504

3. Mesenchymal stem/stromal cell-based therapy: mechanism, systemic safety and biodistribution for precision clinical applications / W.-Z. Zhuang, Y.-H. Lin, L.-J. Su [et al.] // Journal of Biomedical Science. – 2021. – Vol. 28, N 1. – Art. 28. https://doi.org/10.1186/s12929-021-00725-7

4. Роль мезенхимальных стволовых клеток в поддержании жизнеспособности и функциональной активности культуры гепатоцитов in vitro / А. А. Коритко, С. И. Кривенко, А. Е. Щерба [и др.] // Весці Нацыянальнай aкадэміі навук Беларусі. Серыя медыцынскіх навук. – 2017. – № 1. – С. 7–14.

5. Оптимизация протоколов дифференцировки мезенхимальных стволовых клеток в клетки костной и хрящевой ткани для использования в клинической практике: отчет о НИР / С. М. Космачева, Д. Л. Дубовик, С. И. Игнатенко [и др.]; Респ. науч.-практ. центр трансфузиологии и мед. биотехнологий; рук.: Г. Я. Хулуп, И. Д. Волотовский. – Минск, 2015. – URL: http://med.by/dmn/book.php?book=15-18_5 (дата обращения: 22.11.2024).

6. Терапия хронических стенозов трахеи гортани мезенхимальными стволовыми клетками: результаты двухлетнего наблюдения / Н. Г. Антоневич, А. Е. Гончаров, В. Л. Чекан [и др.] // Весці Нацыянальнай aкадэміі навук Беларусі. Серыя медыцынскіх навук. – 2020. – T. 17, № 4. – С. 417–426.

7. Extracellular matrix dynamics during mesenchymal stem cells differentiation / T. Assis-Ribas, M. F. Forni, S. M. B. Winnischofer [et al.] // Developmental Biology. – 2018. – Vol. 437, N 2. – P. 63–74. https://doi.org/10.1016/j.ydbio.2018.03.002

8. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement / M. Dominici, K. Le Blanc, I. Mueller [et al.] // Cytotherapy. – 2006. – Vol. 8, N 4. – P. 315–317. https://doi.org/10.1080/14653240600855905

9. Isolation and characterization of human mesenchymal stromal cell subpopulations: Comparison of bone marrow and adipose tissue / H. Busser, M. Najar, G. Raicevic [et al.] // Stem Cells and Development. – 2015. – Vol. 24, N 18. – P. 2142–2157. https://doi.org/10.1089/scd.2015.0172

10. Analysis of the effects of five factors relevant to in vitro chondrogenesis of human mesenchymal stem cells using factorial design and high throughput mRNA-profiling / R. B. Jakobsen, E. Østrup, X. Zhang [et al.] // PLoS One. – 2014. – Vol. 9, N 5. – P. e96615. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0096615

11. Ruhl, T. Quantification of chondrogenic differentiation in monolayer cultures of mesenchymal stromal cells / T. Ruhl, J. P. Beier // Analytical Biochemistry. – 2019. – Vol. 582. – Art. 113356. https://doi.org/10.1016/j.ab.2019.113356

12. Chondrogenic differentiation of mesenchymal stem cells from bone marrow: differentiation-dependent gene expression of matrix components / F. Barry, R. E. Boynton, B. Liu, J. M. Murphy // Experimental Cell Research. – 2001. – Vol. 268, N 2. – P. 189–200. https://doi.org/10.1006/excr.2001.5278

13. Chondrogenic predifferentiation of human mesenchymal stem cells in collagen type I hydrogels / F. Fensky, J. C. Reichert, A. Traube [et al.] // Biomedical Engineering. – 2014. – Vol. 59, N 5. – P. 375–383. https://doi.org/10.1515/bmt-2013-0076

14. Improvement of the chondrocyte-specific phenotype upon equine bone marrow mesenchymal stem cell differentiation: influence of culture time, transforming growth factors and type I collagen siRNAs on the differentiation index / T. Branly, R. Contentin, M. Desancé [et al.] // International Journal of Molecular Sciences. – 2018. – Vol. 19, N 2. – Art. 435. https://doi.org/10.3390/ijms19020435

15. The regulatory role of signaling crosstalk in hypertrophy of MSCs and human articular chondrocytes / L. Zhong, X. Huang, M. Karperien, J. N. Post // International Journal of Molecular Sciences. – 2015. – Vol. 16, N 8. – P. 19225–19247. https://doi.org/10.3390/ijms160819225

16. TGF-β3-induced chondrogenesis in co-cultures of chondrocytes and mesenchymal stem cells on biodegradable scaffolds / R. L. Dahlin, M. Ni, V. V. Meretoja [et al.] // Biomaterials. – 2014. – Vol. 35, N 1. – P. 123–132. https://doi.org/10.1016/j.biomaterials.2013.09.086

17. Correlation of COL10A1 induction during chondrogenesis of mesenchymal stem cells with demethylation of two CpG sites in the COL10A1 promoter / P. Zimmermann, S. Boeuf, A. Dickhut [et al.] // Arthritis and Rheumatism. – 2008. – Vol. 58, N 9. – P. 2743–2753. https://doi.org/10.1002/art.23736

18. Independent chondrogenic potential of canine bone marrow-derived mesenchymal stem cells in monolayer expansion cultures decreases in a passage-dependent pattern / E. C. Bwalya, H. S. Wijekoon, J. Fang [et al.] // Journal of Veterinary Medical Science. – 2018. – Vol. 80, N 11. – P. 1681–1687. https://doi.org/10.1292/jvms.18-0202

19. Ascorbic acid and iron supplement treatment improves stem cell-mediated cartilage regeneration in a minipig model / A. J. Theruvath, E. E. Mahmoud, W. Wu [et al.] // American Journal of Sports Medicine. – 2021. – Vol. 49, N 7. – P. 1861–1870. https://doi.org/10.1177/03635465211005754

20. Langenbach, F. Effects of dexamethasone, ascorbic acid and β-glycerophosphate on the osteogenic differentiation of stem cells in vitro / F. Langenbach, J. Handschel // Stem Cell Research and Therapy. – 2013. – Vol. 4, N 5. – Art. 117. https://doi.org/10.1186/scrt328

21. Жерносеченко, А. Влияние комбинации ростовых факторов TGFβ и IGF на хондрогенный потенциал мезенхимальных стволовых клеток костного мозга / А. Жерносеченко, Я. Исайкина, Т. Филипович // Наука и инновации. – 2021. – № 2. – С. 78–83.

22. Mahmoudifar, N. Chondrogenesis and cartilage tissue engineering: the longer road to technology development / N. Mahmoudifar, P. M. Doran // Trends in Biotechnology. – 2012. – Vol. 30, N 3. – P. 166–176. https://doi.org/10.1016/j.tibtech.2011.09.002

23. Articular cartilage: from formation to tissue engineering / S. Camarero-Espinosa [et al.] // Biomaterials Science. – 2016. – Vol. 4, N 5. – P. 734–767. https://doi.org/10.1039/C6BM00068A