Новый подход к разработке вакцины от кариеса зубов

Геномы бактерий Streptococcus mutans и Streptococcus sobrinus, вызывающих кариес зубов, в настоящее время полностью секвенированы. В то же время пространственные структуры полноразмерных поверхностных белков данных микроорганизмов, с помощью которых они прикрепляются к поверхности зубов, покрытых слюной, до сих пор инструментально не определены. Имеется ряд экспериментальных работ по использованию этих белков в процессе разработки вакцины от кариеса, однако коммерчески доступной вакцины от кариеса на данный момент нет. Для разработки эффективной и безопасной вакцины от кариеса необходимо провести целый ряд экспериментов in silico, предшествующих экспериментам in vitro, а тем более in vivo. Сегодня такой подход не только является общепризнанным, но и позволяет существенно снизить стоимость экспериментов и продолжительность времени на доклиническом и клиническом этапах.

Цель исследования – отбор антигена для последующего молекулярного моделирования уникального пептида для разработки вакцины от кариеса зубов.

По нашей гипотезе, в качестве антигена для разработки вакцины от кариеса необходимо использовать короткий фрагмент поверхностного белка (пептид) Streptococcus mutans и/или Streptococcus sobrinus, гомологичность которых по аминокислотной последовательности составляет 84,8 %. При этом пространственная структура этого пептида должна соответствовать пространственной структуре соответствующего фрагмента в полноразмерном белке. Кроме того, отобранный фрагмент белка, который войдет в состав вакцинного пептида, должен быть доступен антителам, т. е. располагаться на поверхности белка и определяться как B-клеточный линейный и пространственный эпитоп. Вакцинный пептид может состоять из наиболее стабильных фрагментов богатых аланином и пролином областей поверхностного белка Streptococcus mutans и/или Streptococcus sobrinus для взаимной стабилизации пространственной структуры.

1. Стоматология: сб. клин. протоколов: в 2 ч. / М-во здравоохранения Респ. Беларусь; под общ. ред. С. П. Рубниковича. – Минск: БГМУ, 2023. – Ч. 1. – 468 с.

2. A nanoparticle-based anticaries vaccine enhances the persistent immune response to inhibit streptococcus mutans and prevent caries / Y.-B. Yu [et al.] // Microbiol. Spectr. – 2023. – Vol. 11, N 2. – P. e0432822. https://doi.org/10.1128/spectrum.04328-22

3. Human oral microbiota and its modulation for oral health / Y. Zhang [et al.] // Biomed. Pharmacother. – 2018. – Vol. 99. – P. 883–893. https://doi.org/10.1016/j.biopha.2018.01.146

4. Smith, D. J. Dental caries vaccines: prospects and concerns / D. J. Smith // Crit. Rev. Oral Biol. Med. – 2002. – Vol. 13, N 4. – P. 335–349. https://doi.org/10.1177/154411130201300404

5. Patel, M. Dental caries vaccine: are we there yet? / M. Patel // Lett. Appl. Microbiol. – 2020. – Vol. 70, N 1. – P. 2–12. https://doi.org/10.1111/lam.13218

6. Forssten, S. D. Streptococcus mutans, caries and simulation models / S. D. Forssten, M. Björklund, A. C. Ouwehand // Nutrients. – 2010. – Vol. 2, N 3. – P. 290–298. https://doi.org/10.3390/nu2030290

7. Zhang, J. S. Oral microbiome and dental caries development / J. S. Zhang, C. H. Chu, O. Y. Yu // Dent. J. (Basel). – 2022. – Vol. 10, N 10. – Art. 184. https://doi.org/10.3390/dj10100184

8. Talbman, M. A. Effects of local immunization with Streptococcus mutans on induction of salivary immunoglobulin A antibody and experimental dental caries in rats / M. A. Talbman, D. J. Smith // Infect. Immun. – 1974. – Vol. 9, N 6. – P. 1079–1091. https://doi.org/10.1128/iai.9.6.1079-1091.1974

9. Effective immunity to dental caries: protection of gnotobiotic rats by local immunization with Streptococcus mutans / J. R. McGhee [et al.] // J. Immunol. – 1995. – Vol. 114, N 1, pt. 2. – P. 300–305. https://doi.org/10.4049/jimmunol.114.1_ part_2.300

10. Russell, R. R. Wall-associated protein antigens of Streptococcus mutans / R. R. Russell // J. Gen. Microbiol. – 1979. – Vol. 114, N 1. – P. 109–115. https://doi.org/10.1099/00221287-114-1-109

11. Purification and characterization of a saliva-interacting cell wall protein from Streptococcus mutans serotype f by using monoclonal antibody immunoaffinity chromatography / F. Ackermans [et al.] // Biochem. J. – 1985. – Vol. 228, N 1. – P. 211–217. https://doi.org/10.1042/bj2280211

12. Evidence for an immunological relationship between Streptococcus mutans and human cardiac tissue / M. Hughes [et al.] // Infect. Immun. – 1980. – Vol. 27, N 2. – P. 576–588. https://doi.org/10.1128/iai.27.2.576-588.1980

13. Comparison of Streptococcus mutans and Streptococcus sanguis receptors for human salivary agglutinin / D. R. Demuth [et al.] // Microb. Pathog. – 1990. – Vol. 9, N 3. – P. 199–211. https://doi.org/10.1016/0882-4010(90)90022-i

14. Virulence of a spaP mutant of Streptococcus mutans in a gnotobiotic rat model / P. J. Crowley [et al.] // Infect. Immun. – 1999. – Vol. 67, N 3. – P. 1201–1206. https://doi.org/10.1128/iai.67.3.1201-1206.1999

15. Immunization with purified protein antigens from Streptococcus mutans against dental caries in rhesus monkeys / T. Lehner [et al.] // Infect. Immun. – 1981. – Vol. 34, N 2. – P. 407–415. https://doi.org/10.1128/iai.34.2.407-415.1981

16. Redman, T. K. Oral immunization with recombinant Salmonella typhimurium expressing surface protein antigen A (SpaA) of Streptococcus sobrinus: effects of the Salmonella virulence plasmid on the induction of protective and sustained humoral responses in rats / T. K. Redman, C. C. Harmon, S. M. Michalek // Vaccine. – 1996. – Vol. 14, N 9. – P. 868–878. https://doi.org/10.1016/0264-410x(96)00013-8

17. Immunogenicity and protective effect against oral colonization by Streptococcus mutans of synthetic peptides of a streptococcal surface protein antigen / I. Takahashi [et al.] // J. Immunol. – 1991. – Vol. 146, N 1. – P. 332–336. https://doi.org/10.4049/jimmunol.146.1.332

18. The changing faces of Streptococcus antigen I/II polypeptide family adhesins / L. J. Brady [et al.] // Mol. Microbiol. – 2010. – Vol. 77, N 2. – P. 276–286. https://doi.org/10.1111/j.1365-2958.2010.07212.x

19. Saliva-binding region of Streptococcus mutans surface protein antigen / M. Nakai [et al.] // Infect. Immun. – 1993. – Vol. 61, N 10. – P. 4344–4349. https://doi.org/10.1128/iai.61.10.4344-4349.1993

20. Sequence and structural analysis of surface protein antigen I/II (SpaA) of Streptococcus sobrinus / R. J. LaPolla [et al.] // Infect. Immun. – 1991. – Vol. 59, N 8. – P. 2677–2685. https://doi.org/10.1128/iai.59.8.2677-2685.1991

21. Dental caries vaccine availability: Challenges for the 21st century / A. S. M. Giasuddin [et al.] // J. Immunol. Immunother. – 2017. – Vol. 1, N 7. – Art. 100002.

22. Immunochemistry of the Streptococcus mutans BHT cell membrane: Detection of determinants cross-reactive with human heart tissue / G. Y. Ayakawa [et al.] // Infect. Immun. – 1985. – Vol. 48, N 2. – P. 280–286. https://doi.org/10.1128/iai.48.2.280-286.1985

23. Contribution of cell surface protein antigen PAc of Streptococcus mutans to bacteremia / K. Nakano [et al.] // Microb. Infect. – 2006. – Vol. 8, N 1. – P. 114–121. https://doi.org/10.1016/j.micinf.2005.06.005

24. LT adjuvant modulates epitope specificity and improves the efficacy of murine antibodies elicited by sublingual vaccination with the N-terminal domain of Streptococcus mutans P1 / M. T. Batista [et al.] // Vaccine. – 2017. – Vol. 35, N 52. – P. 7273–7282. https://doi.org/10.1016/j.vaccine.2017.11.007

25. UniProt: the Universal Protein knowledgebase / R. Apweiler [et al.] // Nucl. Acids Res. – 2004. – Vol. 32. – P. D115–D119. https://doi.org/10.1093/nar/gkh131

26. Highly accurate protein structure prediction with AlphaFold / J. Jumper [et al.] // Nature. – 2021. – Vol. 596, N 7873. – P. 583–589. https://doi.org/10.1038/s41586-021-03819-2

27. The PentUnFOLD algorithm as a tool to distinguish the dark and the light sides of the structural instability of proteins / V. V. Poboinev [et al.] // Amino Acids. – 2022. – Vol. 54, N 8. – P. 1155–1171. https://doi.org/10.1007/s00726-022-03153-5

28. Khrustalev, V. V. The PentaFOLD 3.0 algorithm for the selection of stable elements of secondary structure to be included in vaccine peptides / V. V. Khrustalev // Protein Pept. Lett. – 2021. – Vol. 28, N 5. – P. 573–588. https://doi.org/10.2174/0929866527666201110123851

29. Smith, T. F. Identification of common molecular subsequences / T. F. Smith, M. S. Waterman // J. Mol. Biol. – 1981. – Vol. 147, N 1. – P. 195–197. https://doi.org/10.1016/0022-2836(81)90087-5

30. Eisenberg, D. VERIFY3D: assessment of protein models with three-dimensional profiles / D. Eisenberg, R. Lüthy, J. U. Bowie // Methods Enzymol. – 1997. – Vol. 277. – P. 396–404. https://doi.org/10.1016/s0076-6879(97)77022-8

31. PROCHECK: a program to check the stereochemical quality of protein structures / R. A. Laskowski [et al.] // J. App. Cryst. – 1993. – Vol. 26. – P. 283–291. https://doi.org/10.1107/s0021889892009944

32. An intramolecular lock facilitates folding and stabilizes the tertiary structure of Streptococcus mutans adhesin P1 / K. P. Heim [et al.] // Proc. Natl. Acad. Sci USA. – 2014. – Vol. 111, N 44. – P. 15746–15751. https://doi.org/10.1073/pnas.1413018111

33. Engineering protein stability with atomic precision in a monomeric miniprotein / E. G. Baker [et al.] // Nat. Chem. Biol. – 2017. – Vol. 13, N 7. – P. 764–770. https://doi.org/10.1038/nchembio.2380

34. The cytoplasmic tail of influenza A/H1N1 virus hemagglutinin is β-structural / V. V. Khrustalev [et al.] // J. Biomol. Struct. Dyn. – 2022. – Vol. 40, N 10. – P. 4642–4661. https://doi.org/10.1080/07391102.2020.1860827

35. Peptide models of the cytoplasmic tail of influenza A/H1N1 virus hemagglutinin expand understanding its pH-dependent modes of interaction with matrix protein M1 / V. V. Poboinev [et al.] // Protein J. – 2023. – Vol. 42, N 4. – P. 288–304. https://doi.org/10.1007/s10930-023-10101-z